Warning: include(header_rest.php): failed to open stream: No such file or directory in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/8/1.php on line 32

Warning: include(header_rest.php): failed to open stream: No such file or directory in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/8/1.php on line 32

Warning: include(): Failed opening 'header_rest.php' for inclusion (include_path='.:/usr/local/php/5.6/5.6.29-dh1/lib/php') in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/8/1.php on line 32

Zastosowanie aplikacyjne impulsów laserowych w IVF




Autor:
Dr Wojciech Grzegorz Sierka
Doktor, embriolog kliniczny Europejskiego Towarzystwa Reprodukcji Człowieka i Embriologii (European Society of Human Reproduction and Embryology – ESHRE). Kierownik Laboratorium IVF ds. badań klinicznych w Gyncentrum Clinic Sp. z o.o., ul. Żelazna 1, 40-851 Katowice, kom. +48 694 945 175. Poza embriologią i IVF interesuje się mezenchymalnymi komórkami macierzystymi oraz ich aplikacyjnym zastosowaniem w medycynie regeneracyjnej. Odbył staże naukowe w Instytucie Onkologii im. Marii Skłodowskiej-Curie w Warszawie (prof. Z. Pojda) oraz w Oak Brook Fertility Center, Chicago, USA (prof. P. Dmowski). Żonaty, dwójka dzieci.


STRESZCZENIE

Obecnie in vitro polega na hodowli zarodków poza ciałem kobiety, a poprzedza je embriologiczne opracowanie pozyskanych wcześniej gamet. W laboratorium klinicznym IVF rutynowo stosuje się szereg sprawdzonych i dopracowanych przez wiele lat technologii i procedur. Jedną z bardziej innowacyjnych metod jest możliwość wykorzystania nowoczesnych systemów laserowych, które zwiększają szansę na skuteczne zapłodnienie komórki jajowej, prawidłowy rozwój zarodka oraz urodzenie zdrowego dziecka. Już na wstępie, podczas przeprowadzania sztucznego zapłodnienia, można unieruchamiać plemniki impulsem laserowym przed ich podaniem do wnętrza komórki jajowej. Promieniem lasera otwiera się również osłonkę oocytu przed zabiegiem ICSI, co pozwala na zminimalizowanie prawdopodobieństwa jej mechanicznego uszkodzenia. Laser, perforując osłonkę zarodka, ułatwia jego wyswobodzenie się przed implantacją w endometrium macicy. Również za pomocą lasera wyodrębniania się blastomery przed badaniem genetycznym, a impuls laserowy, wywołujący zmniejszenie objętości blastocelu, zapobiega uszkodzeniom embrionów podczas kriokonserwacji. Dbałość o bezpieczeństwo człowieka towarzyszy zastosowaniu technologii laserów w medycynie reprodukcyjnej już od najwcześniejszych etapów jego rozwoju. Aby minimalizować oddziaływania negatywne, stosuje się lasery o odpowiedniej długości fali, które podczas biomanipulacji zachowują wysokie standardy bezpieczeństwa laboratoryjnego.

SŁOWA KLUCZOWE: IVF, IN VITRO, ART, LASER

WSTĘP

Lasery używane są w technikach wspomaganego rozrodu (ART) od ponad 30 lat [14]. Technologia laserowa znajduje zastosowanie jako jedna z dostępnych metod, mających na celu uzyskanie ciąży z pominięciem co najmniej jednego etapu poczęcia naturalnego. Z laserów korzysta się coraz częściej podczas zapłodnienia in vitro (IVF), ponieważ ich efektywność i dokładność są znacznie wyższe od tych parametrów, które zapewniają rozwiązania stosowane do tej pory [50]. W IVF szczególnie wskazane do zastosowania są precyzyjne systemy laserów bezkontaktowych, w których promień światła biegnie przez soczewki obiektywu mikroskopowego, a odpowiednie jego ukierunkowanie zapewniają manewry ruchem stolika mikroskopu [48] [49]. Obecnie w IVF wykorzystuje się lasery bezpieczne dla zarodków i gamet, operujące w zakresie podczerwonych długości fal światła, które nie powodują dezintegracji DNA [16]. W laboratoriach klinicznych IVF korzysta się z najbezpieczniejszych rozwiązań, którymi są półprzewodnikowe lasery diodowe (gal-ind-arsen-fosfor (InGaAsP)) o długość fali światła 1,48 µm [44].

Przy zachowaniu określonych warunków lasery oferują szeroki wachlarz zastosowań we współczesnym in vitro. Promień lasera nie może powodować stresu środowiskowego i jakichkolwiek zmian w zoptymalizowanych warunkach hodowli zarodków. Laser nie może podnosić temperatury podłoża hodowlanego, dlatego też podczas jego używania uwzględnia się: długość fali, moc lasera, długość trwania impulsu, liczbę impulsów i łączny czas napromieniania [16]. Długości fal stosowanych w laserach IVF zazwyczaj pozostaje na poziomie powyżej 750 nm (w zakresie podczerwieni), co wyklucza ryzyko efektów mutagennych wobec DNA embrionu, jak to działo się w przypadku starszych laserów UV [25] [50]. Ilość dostarczanej energii w jednym impulsie laserowym pozostaje stała, ale lasery mogą mieć różną moc, podobnie jak różną długość impulsu, która może wahać się od 20 ms do > 1000 ms [37] [44].

APLIKACYJNE ZASTOSOWANIE LASERÓW W IVF

Lasery w IVF mogą być wykorzystywane podczas etapu oceny jakości i diagnozowania gamet lub zarodków oraz podczas niezbędnych zabiegów interwencyjnych (RYC. 1.).

TECHNIKI DIAGNOSTYCZNE

• OCENA OSŁONKI PRZEJRZYSTEJ

Osłonka przejrzysta oocytu (ZP) jest twardą powłoką glikoproteinową o grubości 15-20 µm, która otacza i chroni materiał genetyczny przechowywany w komórce jajowej. Podczas zapłodnienia ZP musi ulec naruszeniu, aby umożliwić plemnikowi kontakt z wnętrzem komórki jajowej i syngamię haploidalnych jąder. In vivo wejście plemnika do oocytu inicjuje kaskadę reakcji uniemożliwiających wniknięcie kolejnych plemników. Indukowane plemnikiem utwardzenie powierzchni oocytu chroni zygotę podczas transferu do macicy. Jednak, w trakcie kilkudniowego rozwoju, powłoka embrionu wydatnie się rozszerza i ostatecznie staje się o wiele cieńsza, aby umożliwić zarodkom samodzielne opuszczenie osłonki podczas implantacji w endometrium macicy.

Badania wykorzystujące impulsy laserowe wykazują, że ZP twardnieje w czasie rozwoju – od etapu komórki jajowej do blastocysty [32]. Laser ułatwia wskazanie oocytów lub embrionów, które mają problematyczną, bo wyjątkowo twardą osłonkę, co sprawia, że będą one potrzebować pomocy podczas wnikania plemnika lub podczas wychodzenia zarodków z osłon. Twardość ZP jest zwykle większa podczas hodowli embrionów w warunkach sztucznych w porównaniu z jej wzrostem w warunkach naturalnych [32]. Te same impulsy laserowe tworzą większe otwory w osłonce oocytów i na wcześniejszych etapach rozwoju zygoty (13-17 µm) w porównaniu z bardziej zaawansowanymi stadiami rozwoju zarodków (morula, blastocysta) – 10-13 µm, co sugeruje twardnienie ZP podczas hodowli [32] [44].

• BIOPSJA PRZED PGD

Diagnostyka genetyczna wykonywana przed implantacją (PGD) to analiza materiału genetycznego rozwijającego się zarodka wykonana przed transferem embrionu do macicy pacjentki. W badaniu tym sprawdza się materiał biologiczny uzyskany po ekstrakcji ciałka kierunkowego oocytów lub blastomery pobrane z embrionów. Analiza laboratoryjna dotyczy typowych zaburzeń chromosomowych, o których wiedza zmniejsza prawdopodobieństwo poronień. Po przeprowadzeniu analizy PGD biopsja ciałka kierunkowego oocytu pozwala na wychwycenie wad oocytu w procesie rekrutacji do in vitro, dostarczając informacji o materiale genetycznym matki [6]. Ocena genetyczna niezapłodnionego jaja dodatkowo umożliwia poznanie związanych z wiekiem pacjentki aneuploidii lub nosicielstwa dziedzicznych wad chromosomowych [7].

Promień lasera skierowany w region osłonki przejrzystej, przyległej do ciałka polarnego, znacznie ułatwia wykonanie precyzyjnej biopsji. Po otwarciu osłonki, za pomocą impulsu laserowego, nieostrymi mikrokapilarami biopsyjnymi przeprowadza się mechaniczną ekstrakcję polocytu. Wielkość uzyskanego otworu może odzwierciedlać jakość osłonki przejrzystej. Impulsami lasera ( 2 razy po 14 ms) uzyskuje się otwory o wielkości 11-24 µm [60] (14-20 µm [30]) z odsetkiem przeżywalności tak traktowanych oocytów na poziomie 78% [60] (RYC. 2.).

Biopsja blastomerów jest zbliżona do biopsji polocytu, a obie techniki wymagają delikatnej ekstrakcji materiału genetycznego z zarodka. Impulsy laserowe naruszają strukturę osłonki przejrzystej i tworzą w niej otwór, przez który pobiera się blastomery [50], które po utrwaleniu na szkiełku podstawowym są analizowane genetycznie. Analiza PGD ułatwia wybór najprawdopodobniej zdrowego zarodka (bez wad genetycznych) rekomendowanego do transferu. Zazwyczaj pary wybierają wykonanie procedury PGD, jeśli jedno lub oboje rodzice przenoszą dziedziczący się defekt genetyczny i chcą uniknąć ujawnienia się wady wśród potomstwa [56] lub jeśli wiek matki jest zaawansowany, aby wykluczyć ujawnienie się aneuploidalnych zarodków.

Podczas perforacji osłonki przejrzystej należy wykonywać jak najmniejsze otwory, aby zminimalizować niebezpieczeństwo uszkodzeń. Analiza długości generowanego impulsu laserowego wskazuje, że wielkość uzyskiwanego otworu do ekstrakcji blastomerów jest dodatnio skorelowana z dłuższym czasem trwania impulsu. Dla 0,7 ms względem 1,2 ms uzyskuje się odpowiednio otwory o rozmiarach 10,0 oraz 17,9 µm [60]; [50] (0,604 ms i 1,010 ms – 10,5 i 16,5 µm). Badania porównujące wskaźniki przeżywalności blastocyst po biopsji blastomerów i bez procedury biopsji nie wykazały statystycznych różnic [23] [60].

TECHNIKI INTERWENCYJNE

• LASEROWO WSPOMAGANE ICSI (L-ICSI)

Ograniczona liczba żywych lub prawidłowo poruszających się plemników zmniejsza prawdopodobieństwo udanego zapłodnienia i ciąży przy poczęciu klasycznym. Obecność męskich czynników niepłodności jest wystarczającym kryterium do wspomagania zapłodnienia przez bezpośrednie podanie plemnika do wnętrza komórki jajowej (ICSI). Procedurze ICSI i perforowaniu osłonki przejrzystej mikrokapilarą z plemnikiem towarzyszy odkształcanie struktury oocytu, które może wywoływać degenerację jaja tuż po przeprowadzeniu ICSI (8 % [60]) (RYC. 3.). Dobrze widoczne odkształcenia oocytu lub degeneracje w kilka godzin po zapłodnieniu mogą być spowodowane specyfiką oocytu lub siłą mechaniczną (i ciśnieniem) wymaganą do tego, by mikrokapilara przeszła przez błonę komórki [1] [41] [43]. Niekorzystne oddziaływanie mikroigły podczas ICSI może wpłynąć także na struktury wrzeciona podziałowego lub cytoszkieletu, ale i przyczynić się do wprowadzenia dodatkowych substancji do cytoplazmy oocytu (PVP, media hodowlane) lub usunięcia cytoplazmy podczas zabiegu ICSI [13] [18] [35] [52].

Promień lasera, który wspomaga naruszenie osłonki przejrzystej przed wykonywanym L-ICSI, zwiększa prawdopodobieństwo uzyskania skutecznego zapłodnienia [39] [41] [43], szczególnie w sytuacjach trudnych klinicznie. Laserowo wykonany kanał w osłonce przejrzystej (5-10 µm średnicy) przy użyciu impulsu lasera trwającego krócej niż 2 ms, pozostawia wewnętrzną warstwę osłonki oocytu w stanie nienaruszonym. Mikropipeta ICSI wprowadza przez tak wytworzony kanał wcześniej unieruchomionego plemnika, jest to mniej urazowy sposób iniekcji, dzięki czemu zapobiega uszkadzaniu błony komórki jajowej oraz zwiększa przeżywalność oocytów po L-ICSI [1] [43].

Ewentualną wadą L-ICSI może być wytworzenie podwójnych miejsc opuszczania osłon przez zarodek (naturalnej i sztucznej), w wyniku czego istnieje ryzyko degeneracji embrionu lub wystąpienia ciąż bliźniaczych [1]. W przypadku klasycznego IVF perforacja osłonki w 2-3 miejscach może zmniejszać potrzebę wykonywania ICSI, co ułatwi dostęp plemnika do wnętrza oocytu [61].

• UNIERUCHAMIANIE PLEMNIKÓW

Immobilizacja plemników jest niezbędnym etapem postępowania przed wykonywaniem ICSI. Ruchy witki plemnika we wnętrzu komórki jajowej powodują uszkodzenia oocytu i jego degenerację. Najczęściej podczas ICSI witka plemnika jest uderzana w sposób mechaniczny mikrokapilarą: igła jest obniżona i przeciągana w poprzek witki plemnika, powodując jego inaktywację [40] [38] [54] [58]. Odsetek skutecznych zapłodnień jest ściśle związany z unieruchomieniem plemników [54] (87% [60]) (RYC. 4.). Dodatkowo, mechaniczne rozerwanie błony plemnika powoduje uwolnienie ważnych czynników aktywacji oocytu [12]. Pojedynczym impulsem laserowym można równie skutecznie unieruchamiać plemniki, bez wpływu na ich żywotność [30] [33] [34] [43].

Jeśli nasienie ma słabsze parametry i występują w nim nieruchome plemniki, to przed zabiegiem ICSI można odróżniać żywe plemniki od martwych poprzez skierowanie impulsu lasera na koniec witki (plemnik martwy nie reaguje na impuls). Precyzyjniejszemu wyborowi plemnika do iniekcji podczas ICSI towarzyszy wzrost poziomu zapłodnień [33] [34].

• LASEROWE NACIĘCIE OTOCZKI PRZEJRZYSTEJ EMBRIONU (L-ASSISTED HATCHING, L-AH)

W celu ustanowienia udanej ciąży rozwijający się zarodek musi opuścić własną osłonę w 5. lub 6. dniu od momentu zapłodnienia. Dopiero wtedy embrion może ulec implantacji w endometrium macicy i zacząć kolejny etap rozwoju.

Dokładne przyczyny problemów z wydostaniem się blastocysty nie są jeszcze do końca poznane, chociaż do czynników powodujących wzrost niepowodzeń implantacji zaliczane są m.in. wiek pacjentki (> 35 lat), niska jakość jaj, słaba kondycja zarodka i nieodpowiednia morfologia osłonki przejrzystej, w tym zwiększona jej twardość [4] [31]. Fizjologiczny mechanizm, który prowadzi do uwolnienia blastocysty po osiągnięciu krytycznej liczby komórek, nie jest całkowicie poznany i wiadomo, że nie zależy od liczby komórek blastocysty, lecz prawdopodobnie związany jest z enzymami litycznymi występującymi in vivo [31]. Ułatwienie wylęgu blastocysty, poprzez sztuczne wytwarzanie impulsem lasera otworu w osłonce zarodka, jest obecnie rutynową procedurą [16]. L-AH jest szczególnie polecane pacjentkom powyżej 35. roku życia, przy grubszej ZP lub pacjentom z niepewnymi rokowaniami [4]. [9] [16] [45]. Liczne badania wykazują, że procedura ta jest bezpieczniejsza dla embrionów[26] [45] [57].

Optymalna technika laserowa, która wspiera opuszczenie osłon przez blastocystę, jest wciąż tematem wielu dyskusji [27] [15] [8] [59]. Laser może być stosowany do całkowitego albo częściowego przebicia ZP lub tylko do ścienienia ZP bez jej pełnego przekłucia (RYC. 5.). Liczba użytych impulsów i czas ich trwania pozostają wciąż jeszcze przedmiotem polemik, chociaż warto zauważyć, że tworzenie otworu nieco większego niż 10 µm wydaje się odpowiednią jego wielkością [14]. Niektóre badania wskazują, że użycie 2 impulsów przy tworzeniu otworu w ZP i wykonanie kompletnego tunelu, a nie tylko ścienienie ZP, jest korzystniejsze dla blastocyst [51]. Mantoudis i wsp. [29] porównując 3 metody L-AH, dowodzą, że częściowy L-AH lub tylko ścienienie ZP podnosi skuteczność implantacji. A z kolei Schimmel i wsp. [47] stoją na przeciwnym stanowisku i postulują, że ścienienie ZP może nie być korzystne dla ludzkich embrionów.

Laserowo wspomagane opuszczenie osłonki przez zarodek jest obecnie standardową procedurą wykorzystywaną w laboratoriach IVF (L-AH może być również przeprowadzane przy użyciu metod mechanicznych lub chemicznych) [22] [26]. W badaniu dzieci do 1. roku życia, przy zastosowaniu L-AH na etapie zapłodnienia, nie stwierdza się wzrostu poziomu wad wrodzonych [24].

• REDUKCJA BLASTOCELU

Przy wydajnych hodowlach embrionów wzrasta liczba zarodków, które wymagają skutecznych metod kriokonserwacji, aby mogły zostać wykorzystane w przyszłości [21]. Witryfikacja, z powodu szybkiego tempa schładzania próbki (-20 000°C/ min), wymaga zastosowania substancji zawierających wysokie stężenia krioprotektantów sprzyjających pełnemu odwodnieniu [11]. Wysokie tempo chłodzenia zapobiega powstawaniu kryształów lodu w cytoplazmie komórkowej, a z kolei po rozmrożeniu – wskaźniki przeżycia zarodków są bardzo wysokie. Jednak szczególnie mocno rozszerzone blastocysty, mają niższe wskaźniki przeżywalności po przeprowadzeniu dewitryfikacji niż blastocysty mniej dojrzałe lub morule [55]. Wynika to najprawdopodobniej z obecności większej ilości płynu w silnie rozszerzonej jamie blastocysty (blastocelu).

Sztucznie wywoływana redukcja objętości jamy blastocysty zmniejsza objętości płynu w blastocelu przed zamrożeniem [10], zwiększa wskaźnik rozmrożeń ocenianych jako prawidłowe [60] (RYC. 6.) oraz ciąż klinicznych [21] [55]. Blastocel kurczy się samoistnie w ciągu 2-4 minut w odpowiedzi na pojedynczy impuls lasera (długość 10 ms), który został skierowany na styk komórek trofoektodermy. Aby zadbać o bezpieczeństwo komórek zarodka, cel promienia lasera ustala się zawsze w opozycji do ICM (węzła zarodkowego) [36].

• PLASTYKA KOMÓRKOWA

Laser można stosować do mikrochirurgicznego usuwania z blastocyst materiału niekorzystnie wpływającego na ich rozwój. Obejmować to może fragmenty komórkowe lub blastomery martwicze. Fragmentacja ma niekorzystny wpływ na rozwój zarodka oraz zaburza naturalne płaszczyzny podziału [2] [14]. Zarodki o wyższych poziomach fragmentacji mają niższe wskaźniki implantacji i ciąż [2] [46]. Uwalnianie toksycznych metabolitów z degenerujących lub martwych komórek (także po rozmrożeniu zarodków) może obniżyć skuteczność implantacji [42]. Promieniem lasera można tworzyć niewielkie nacięcia w osłonce przejrzystej, umożliwiające mechaniczne usuwanie fragmentów o nieprawidłowej strukturze, co poprawia dynamikę podziałów embrionów, wskaźniki implantacji oraz odsetek ciąż (17 do 45% [42]).

Laserem można również wykonywać denudację jądra komórkowego lub wrzeciona podziałowego oocytu [20] [28], w razie przeprowadzania określonych zabiegów. Szczególnie chodzi tu o kobiety, które wyrażają wolę oddania własnych komórek jajowych do celów badawczych lub terapeutycznych i czują się nieswojo przekazując oocyty ze swoim DNA. Dzięki zabiegowi z użyciem lasera donatorki mogą być bardziej skłonne do oddania materiału biologicznego w celach naukowych, wiedząc, że ich genom został z niego usunięty [20]. Dodatkowo, promienie laserowe ze względu na swoją precyzję działania mogą wspomagać izolowanie komórek embrionalnych, w tym komórek z węzła zarodkowego, np. w celach badawczych [11].

PODSUMOWANIE

Zastosowanie laserów w technologii wspomaganego rozrodu wzbudza wiele obaw, a obszarem szczególnego zainteresowania jest zachowanie bezpieczeństwa procedur laserowych wobec zarodków. Podstawowymi zagadnieniami związanymi z funkcjonowaniem lasera są: długość jego fali, ilość wytwarzanego ciepła i możliwość bezpośredniego uszkadzania blastomerów lub gamet poprzez nieprecyzyjność lub błędną kalibrację promienia oraz dodatkowe manipulacje.

Diodowe lasery półprzewodnikowe, lasery IR, operujące w podczerwieni są najlepszym wyborem. Jednak ich użytkowanie może wiązać się z niebezpieczeństwem uszkodzeń termicznych w związku z absorpcją ciepła przez podłoże otaczające operowane komórki lub zarodki [6]. Komórki poddane działaniu podwyższonej temperatury mogą aktywować działające ochronnie białka szoku cieplnego, zwłaszcza HSP70i, i hamować rozwój embrionów. Białka tego rodzaju wspomagają stabilizowanie innych białek i zapobiegają apoptozie [3]. Aczkolwiek badania wskazują, że promienie diodowego systemu lasera 1,48 µm nie powodują wzrostu poziomów białka ochronnego HSP70i oraz nie hamują rozwoju zarodków [19], nie mają również negatywnego wpływu na gamety [17]. Optymalizując użycie lasera, należy pamiętać, że dla danej procedury nastawy mocy bądź czasu trwania impulsu mogą być różne [50] [53].

Analizy stanu zdrowia dzieci poczętych metodami in vitro, w których korzystano z procedur laserowych, wykazują, że stosowanie lasera diodowego 1,48 µm nie zwiększa poziomu wad wrodzonych [24].

KONKLUZJE

Obecnie technologia laserowa, wykorzystywana w obszarze ART, staje się rutyną, dodatkowym narzędziem ułatwiającym wykonywanie w sposób szybszy i bezpieczniejszy koniecznych procedur. Dziś w klinicznych laboratoriach IVF stosuje się najczęściej lasery diodowe operujące w podczerwieni (1,48 µm). Laser ten wydaje się bezpiecznym narzędziem przeznaczonym do mikrochirurgicznego operowania ciałka kierunkowego oocytu lub biopsji blastomerów zarodka. Specyfika jego działania również nie wpływa negatywnie na manipulacje plemnikami lub warstwami osłonki przejrzystej oocytów podczas ich perforacji. Laser jest nieodzownym uzupełnieniem instrumentarium podczas pozyskiwania komórek zarodka do badań PGD i zabiegów mikrochirurgii komórkowej. Pytanie o to, jak technologia laserowa wpływa w perspektywie dłuższego czasu na zdrowie i kondycję dzieci poczętych z użyciem technologii in vitro, pozostaje wciąż otwarte i wymaga dalszych badań.

PIŚMIENNICTWO
[1] Abdelmassih S., Cardoso, J., Abdelmassih V., Dias, J., Abdelmassih, R., & Z. Nagy. (2002): Laser-assisted ICSI: a novel approach to obtain higher oocyte survival and embryo quality rates, „Human Reproduction”, 17 (10): 2694-2699.
[2] Alikani, M., Cohen, J., Tomkin, G., Garrisi, J., Mack, C., & R. Scott. (1999): Human embryo fragmentation in vitro and its implications for pregnancy and implantation, „Fertility and Sterility”, 7 (5): 836-42.
[3] Al-Katanani, Y. & P. Hansen. (2002): Induced thermotolerance in bovine two-cell embryos and the role of heat shock protein 70 in embryonic development, „Molecular Reproduction and Development”, 62: 174-180.
[4] Balaban, B., Urman, B., Alatas, C., Mercan, R., Mumcu, A., & A. Isiklar. (2002): A comparison of four different techniques of assisted hatching, „Human Reproduction”, 17 (5): 1239-1243.
[5] Bedient, C., Khanna P., Desai, N. (2011): Laser Pulse Application in IVF, Lasers - Applications in Science and Industry, dr Krzysztof Jakubczak (Ed.), InTech; (online 2014-10-22)
[6] Clement-Sengewald, A., Buchholz, T., Schutze, K., Berg, U. & F. Berg. (2002): Noncontact, laser-mediated extraction of polar bodies for prefertilization genetic diagnosis, „Journal of Assisted Reproduction and Genetics”, 19 (4): 183-194.
[7] Dawson, A., Griesinger, G., & K. Diedrich. (2005): Screening oocytes by polar body biopsy, „Reproductive BioMedicine Online”, 13 (1): 104-109.
[8] Debrock S., Peeraer K., Spiessens C.,Willemen D., De Loecker P., D’Hooghe T.M. (2011): The effect of modified quarter laser-assisted zona thinning on the implantation rate per embryo in frozen/vitrified-thawed/warmed embryo transfer cycles: a prospective randomized controlled trial, „Human Reproduction” 26(8): 1997–2007.
[9] De Vos, A., & A. Van Steirteghem. (2000): Zona hardening, zona drilling and assisted hatching: new achievements in assisted reproduction, „Cells Tissues Organs”, 166: 220-227.
[10] Desai, N., Szeptycki, J., Scott, M., AbdelHafez, A., & J. Goldfarb. (2008): Artificial collapse of blastocysts before vitrification: mechanical vs. laser technique and effect on survival, cell number, and cell death in early and expanded blastocysts, „Cell Preservation Technology”, 6: 181-190.
[11] Desai, N., Xu., J., Tsulaia, T., Szeptycki-Lawson, J., AbdelHafez, F., Goldfarb, J., & T. Falcone. (2011): Vitrification of mouse embryo-derived ICM cells: a tool for preserving embryonic stem cell potential?, „Journal of Assisted Reproductive Genetics”, 28: 93-99.
[12] Dozortsev, D., Qian, C., Ermilov, A., Rybouchkin, A., Sutter, P., & M. Dhont. (1997): Spermassociated oocyte-activating factor is released from the spermatozoa within 30 minutes after injection as a result of the sperm-oocyte interaction, „Human Reproduction”, 12 (12): 2792-2796.
[13] Dumoulin J., Coonen, E., Bras, M., Bergers-Janssen, J., Ignoul-Vanvulchelen, R., van Wissen, L., Geraedts, J., & J. Evers. (2001): Embryo development and chromosomal anomalies after ICSI: effect of the injection procedure, „Human Reproduction”, 16 (2): 306-312.
[14] Ebner T., Moser M., & G. Tews (2005): Possible applications of a non-contact 1.48 um wavelength diode in assisted reproduction technologies, „Human Reproduction Update”, 11 (4): 425-435.
[15] Figueira R., Setti A.S., Braga D.P.A.F., Iaconelli A.Jr., Borges E.Jr. (2011): Relevance of assisted hatching in an oocyte donation program using egg-cryobanking: a prospective randomized study, „Hum. Reproduction”, 26 (Suppl. 1): i171 Abstracts of the 27th Annual Meeting of ESHRE.
[16] Hammadeh, M., Fischer-Hammadeh, C., & K. Ali. (2011): Assisted hatching in assisted reproduction: a state of the art, „Journal of Assisted Reproductive Genetics”, 28: 199-228.
[17] Hammoud, I., Molina-Gomes, D., Albert, M., Bergere, M., Bailley, M., Wainer, R., Selva, J. & F. Vailard. (2010): Are zona pellucida laser drilling and polar body biopsy safe for in vitro matured oocytes?, „Journal of Assisted Reproductive Genetics”, 27: 423-427.
[18] Hardarson, T., Lundin, K., & L. Hamberger. (2000): The position of the metaphase II spindle cannot be predicated by the location of the first polar body in the human oocyte, „Human Reproduction”, 15 (6): 1372-1376.
[19] Hartshorn, C., Anshelevich, A., & L. Wangh. (2005): Laser zona drilling does not induce hsp70i transcription in blastomeres of eight-cell mouse embryos, „Fertility and Sterility”, 84 (5): 1547-1550.
[20] Hirata, S., Fukasawa, H., Wakayama, S., Wakayama, T., & K. Hoshi. (2011): Generation of healthy cloned mice using enucleated cryopreserved oocytes, „Cellular Reprogramming”, 13 (1): 7-11.
[21] Iwayama, H., Hochi, S., & M. Yamashita. (2010): In vitro and in vivo viability of human blastocysts collapsed by laser pulse or osmotic shock prior to vitrification, „J Assist Reprod Genet.” Apr 2011; 28(4): 355-361.
[22] Jones, A., Wright, G., Kort, H., Straub, R., & Z. Nagy. (2006): Comparison of laser-assisted hatching and acidified Tyrode’s hatching by evaluation of blastocyst development rates in sibling embryos: a prospective randomized trial, „Fertility and Sterility”, 85 (2): 487-491.
[23] Joris, H., De Vos, A., Janssens, R., Devroey, P., Liebaers, I., & I. Van Steirteghem. (2003): Comparison of the results of human embryo biopsy and outcome of PGD after zona drilling using acid Tyrode medium or a laser, „Human Reproduction”, 18 (9): 1896-1902.
[24] Kanyo K. & J. Konc. (2003): A follow up study of children born after diode laser assisting hatching, „European Journal of Obstetrics and Gynecology”, 110: 176-180.
[25] Kochevar, I., (1989): Cytotoxicity and mutagenicity of excimer laser radiation, „Lasers in Surgery and Medicine”, 9: 440-445.
[26] Lanzendorf, S., Ratts, V., Moley, K., Goldstein, J., Dahan, M., & R. Odem. (2007): A randomized, prospective study comparing laser-assisted hatching and assisted hatching using acidified medium, „Fertility and Sterility”, 87 (6): 1450-1457.
[27] Llanos B.A., Calderȩn G., Lȩpez D., Fernández L., Nicolás M., Landeras J. (2011): Relationship between the thickness of the zona pellucida and the effect of Laser Assisted Hatching (LAH) on IVF/ICSI cycles in women older than 38 years, „Hum. Reproductin” 26 (Suppl. 1): i169 Abstracts of the 27th Annual Meeting of ESHRE.
[28] Malenko, G., Stepanov, O., Komissarov, A., Antipova, T., Pinyugina, M., & M. Prokofiev. (2009) Efficiency of asynchronously in vitro-matured oocytes as recipients for nuclear transfer and of blind enucleation in zona-free bovine cloning, „Cloning and Stem Cells”, 11 (2): 287-292.
[29] Mantoudis E., Podsiadly BT., Gorgy A., Venkat, G., & I. Craft. (2001): A comparison between quarter partial and total laser assisted hatching in selected infertility patients, „Human Reproduction”, 16 (10): 2182-2186.
[30] Montag, M., van der Ven, K., Delacretax, G., Rink, K., & H. van der Ven. (1998): Laserassisted microdissection of the zona pellucid facilitates polar body biopsy, „Fertility and Sterility”, 69 (3): 539-542.
[31] Montag, M., Koll, B., Holmes, P. (2000a): Significance of the number of embryonic cells and the state of the zona pellucida for hatching of mouse blastocysts in vitro versus in vivo, „Biology of Reproduction”, 62: 1738-1744.
[32] Montag, M., Koll, B., & H. van der Ven. (2000b): Use of a laser to evaluate zona pellucida hardness at different stages of mouse embryonic development in vitro and in vivo, „Journal of Assisted Reproduction and Genetics”, 17 (3): 78-81.
[33] Montag, M., Rink, K., Delcretaz, G., & H. van der Ven. (2000c): Laser-induced immobilization and plasma membrane permeabilization in human spermatozoa, „Human Reproduction”, 15 (4): 846-852.
[34] Montag M., Klose R., Koster M., Rosing, B., van der Ven, K., Rink, K., & H. van der Ven. (2009): Application of non-contact laser technology in assisted reproduction, „Medical Laser Application”, 24: 57-64.
[35] Moser M., Ebner T., Sommergruber M., Gaisswinkler, U., Jesacher, K., Puchner, M., Wiesinger, R., & G. Tews. (2004): Laser-assisted zona pellucida thinning prior to routine ICSI, „Human Reproduction”, 19 (3): 573-578.
[36] Mukaida, T., Oka, C., Goto, T., & K. Takahashi. (2006): Artificial shrinkage of blastocoeles using either a micro-needle or a laser pulse prior to the cooling steps of vitrification improves survival rate and pregnancy outcome of vitrified human blastocysts, „Human Reproduction”, 21 (12): 3246-52.
[37] Neev J., Tadir Y., Ho P., Berns, M., Asch, R., & T. Ord. (1992): Microscope-delivered ultraviolet laser zona dissection: principles and practices, „Journal of Assisted Reproduction and Genetics”, 9 (6): 513-523.
[38] Nijs, M., Vanderzwalmen, P., Vandamme, B., Segal-Bertin, G., Lejeune, B., Segal, L., van Roosendaal, E., & R. Schoysman. (1996): Fertilizing ability of immotile spermatozoa after intracytoplasmic sperm injection, „Human Reproduction”, 11 (10): 2180-85.
[39] Palanker, D., Ohad, O., Lewis, A., Simon, A., Shenkar, J., Penchas, S., & N. Laufer. (1991): Technique for cellular microsurgery using the 193 nm excimer laser, „Lasers in Surgery and Medicine”, 11: 580-86.
[40] Palermo, G., Joris, H., Devroey, P., & A. van Streirteghem. (1992): Pregnancies after intracytoplasmic injection of a single spermatozoon into an oocyte, „Lancet”, 340: 17.
[41] Rienzi, L., Greco, E., Filippo, U., Iacobelli, M., Martinez, F., & J. Tesarik. (2001): Laserassisted intracytoplasmic sperm injection, „Fertility and Sterility”, 76 (5): 1045-1047.
[42] Rienzi, L., Nagy, ZP., Ubaldi, F., Iacobelli, M., Anniballo, R., Tesarik, J., & E. Greco. (2002): Laser-assisted removal of necrotic blastomeres from cryopreserved embryos that were partially damaged, „Fertility and Sterility”, 77 (6): 1196-1201.
[43] Rienzi, L., Ubaldi, F., Martinez, F., Minasi, M., Iacobelli, M., Ferrero, S., Tesarik, J., & E. Grego. (2004): Clinical application of laser-assisted ICSI: a pilot study, „European Journal of Obstetrics and Gynecology”, 115 (S): 77-79.
[44] Rink, K., Delacretaz, G., Salathe R., Senn, A., Nocera, D., Germond, M., de Grandi, P, & S. Fakan. (1996): Non-contact microdrilling of mouse zona pellucida with an objective-delivered 1.48 um diode laser, „Lasers in Surgery and Medicine”, 18: 52-62.
[45] Sagoskin, A., Levy, M., Tucker, M., Richter, K., & E. Widra. (2007): Laser assisted hatching in good prognosis patients undergoing in vitro fertilization-embryo transfer: a randomized controlled trial, „Fertility and Sterility”, 87 (2): 283-287.
[46] Sathananthan, H., Menezes, J., & S. Gunasheela. (2003): Mechanics of human blastocyst hatching in vitro, „Reproductive BioMedicine Online”, 7 (2): 228-34.
[47] Schimmel, T., Cohen, J., Saunders, H., Alikani, M. (2014): Laser-assisted zona pellucida thinning does not facilitate hatching and may disrupt the in vitro hatching process: a morphokinetic study in the mouse, „Human Reproduction” (online 2014-10-22).
[48] Tadir, Y., Wright, W., Vafa, O., Ord, T., Asch, R., & M. Berns. (1989): Micromanipulation of sperm by a laser generated optical trap, „Fertility and Sterility”, 52 (5): 870-873.
[49] Tadir, Y., Wright, W., Vafa, O., Liaw, L., Asch, R., & M. Berns. (1991): Micromanipulation of gametes using laser microbeams, „Human Reproduction”, 6 (7): 1011-1016.
[50] Taylor, T., Gilchrist, J., Hallowell, S., Hanshew, K., Orris, J., Glassner, M. & J. Wininger. (2010): The effects of different laser pulse lengths on the embryo biopsy procedure and embryo development to the blastocyst stage, „Journal of Assisted Reproductive Genetics”, 27: 663-667.
[51] Tinney, G., Windt, M., Kruger T., & C. Lombard. (2005): Use of a zona laser treatment system in assisted hatching: optimal laser utilization parameters, „Fertility and Sterility”, 84 (6): 1737-1741.
[52] Tsai, M., Huang, F., Kung, F., Lin, Y., Chang, S., Wu, J., & H. Chang. (2000): Influence of polyvinylpyrrolidone on the outcome of intracytoplasmic sperm injection, „Journal of Reproductive Medicine”, 45 (2): 115-120.
[53] Tucker, M., & G. Ball. (2009): Assisted hatching as a technique for use in human in vitro fertilization and embryo transfer is long overdue for careful and appropriate study, „Journal of Clinical Embryology”, 12 (1): 10-14.
[54] Vanderzwalmen, P., Bertin, G., Lejeune, B., Nijs, M., Vandamme, B., & R. Schoyman. (1996): Two essential steps for a successful intracytoplasmic sperm injection: injection of immobilized spermatozoa after rupture of the oolemma, „Human Reproduction”, 11 (3): 540-547.
[55] Vanderzwalmen, P., Bertin, G., Debauche, C., Standaert, V., van Roosendaal, E., Vandervorst, M., Bollen, N., Zech, H., Mukaida, T., Takahashi, D., & R. Schoysman. (2002): Births after vitrification at morula and blastocyst stages: effect of artificial reduction of the blastocoelic cavity before vitrification, „Human Reproduction”, 17 (3): 744-51.
[56] Vela, G., Luna, M., Sandler, B., & A Copperman. (2009): Advances and controversies in assisted reproductive technology, „Mount Sinai Journal of Medicine”, 76: 506-520.
[57] Wong, B., Boyd CA., Lanzendorf SE. (2003): Randomized controlled study of human zona pellucida dissection using the Zona Infrared Laser Optical System: evaluation of blastomere damage, embryo development, and subsequent hatching, „Fertility and Sterility”, 80 (5): 1249-1254.
[58] Yanagida, K., Katayose, H., Hirata, S., Hayashi, S., & A. Sato. (2001): Influence of sperm immobilization on onset of Ca+2 oscillations after ICSI, „Human Reproduction”, 16 (1): 148-152.
[59] Zak T., Kubiaczyk B., Breborowicz G. H, Kaczmarek-Sroka A.,Kaczmarek D., Dera A. (2009): Laser-assisted hatching of zona pellucida – is there an effect on implantation and pregnancy rate? Preliminary observations, „Archives of Perinatal Medicine”, 15(4): 197-201.
[60] Gyncentrum 2014. Raport z audytu wewnętrznego (npbl)
[61] www.hamiltonthorne.com



Warning: include(footer.php): failed to open stream: No such file or directory in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/8/1.php on line 197

Warning: include(footer.php): failed to open stream: No such file or directory in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/8/1.php on line 197

Warning: include(): Failed opening 'footer.php' for inclusion (include_path='.:/usr/local/php/5.6/5.6.29-dh1/lib/php') in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/8/1.php on line 197