Warning: include(header_rest.php): failed to open stream: No such file or directory in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/9/1.php on line 32

Warning: include(header_rest.php): failed to open stream: No such file or directory in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/9/1.php on line 32

Warning: include(): Failed opening 'header_rest.php' for inclusion (include_path='.:/usr/local/php/5.6/5.6.29-dh1/lib/php') in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/9/1.php on line 32

Prospektywna analiza składu płynu pęcherzykowego




Dr n. med. Przemysław Ciepiela

Związany z Kliniką Medycyny Rozrodu i Ginekologii Pomorskiego Uniwersytetu Medycznego w Szczecinie. W 2012 kończy specjalizację z ginekologii i położnictwa. Członek polskich i zagranicznych towarzystw naukowych, w tym Polskiego Towarzystwa Medycyny Rozrodu, Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego, Towarzystwa Biologii Rozrodu, Europejskiego Towarzystwa Medycyny Rozrodu i Embriologii. Od początku kariery zawodowej zajmuje się diagnostyką i leczeniem niepłodności. Przedmiotem jego szczególnego zainteresowania jest endokrynologia ginekologiczna i embriologia.

Współautorzy:
Dr inż. Arleta Drozd, Prof. dr hab. n. med. Ewa Stachowska, Prof. dr hab. n. med. Rafał Kurzawa


Stężenia pochodnych kwasu arachidonowego i kwasu linolowego wpływają na kompetencję komórki jajowej w programie zapłodnienia pozaustrojowego – prospektywna analiza składu płynu pęcherzykowego

Pomimo dynamicznego postępu technik oceny rozwoju zarodka w laboratoriach wspomaganego rozrodu zespoły badawcze zajmujące się programem zapłodnienia pozaustrojowego (In Vitro Fertilization, IVF) coraz częściej skupiają się na próbie znalezienia wiarygodnych biomarkerów kompetencji gamet: komórki jajowej i plemników. Koncepcja zapłodnienia jednego właściwego oocytu dobrej jakości plemnikiem mogłaby zrewolucjonizować IVF i doprowadzić do wykonywania stymulacji mniej obciążających dla pacjentów, mniejszego odsetka zespołów hiperstymulacji jajników (Ovarian Hyperstimulation Syndrome, OHSS) bez wpływu na procent uzyskiwanych ciąż. Przyżyciowa obserwacja morfologii komórki jajowej i plemników okazała się mało skuteczna w zapewnieniu właściwego doboru gamet i rozwoju zarodka. Jednak warto zwrócić uwagę, że wprowadzenie inwazyjnych technik oceny oocytu potencjalnie naraża strukturę komórki jajowej na uszkodzenie. Jednym z ewentualnych nieinwazyjnych źródeł biomarkerów kompetencji komórki jajowej może być skład płynu pęcherzykowego (Follicular Fluid, FF). Płyn pęcherzyka jajnikowego stanowi bowiem dynamicznie zmieniające się mikrośrodowisko odzwierciedlające aktywność wydzielniczą komórek ziarnistych i osłonkowych oraz przesącz składników osocza krwi, odpowiedzialnych za stopniowe nabywanie kompetencji oocytu do zapłodnienia.

Istnieją dwa główne wielonienasycone kwasy tłuszczowe (Polyunsaturated Fatty Acids, PUFA) obecne w ludzkim FF, które potencjalnie mogą wpływać na kompetencję dojrzewającej komórki jajowej: kwas arachidonowy (Arachidonic Acid, AA) i kwas linolowy (Linoleic Acid, LA). AA i LA są odcinane z fosfolipidów błonowych przez fosfolipazy, m.in. fosfolipazę A2 (PhosphoLipase A2, PLA2) (Rycina 1). Wyróżniamy trzy główne drogi dalszego metabolizmu AA: 1) szlak cyklooksygenazy (Cyclooxygenase, COX), 2) lipooksygenazy (Lipoxygenase, LOX) i 3) cytochromu P-450 (Cytochrome P450, CYP). LA jest metabolizowany głównie w szlaku LOX. Szlak COX został dobrze poznany i opisany – katalizuje przemiany prowadzące do powstania prostanoidów: prostaglandyny (PG), prostacykliny (PGI) i tromboksanu (TXA). Wiemy natomiast niewiele o znaczeniu torów LOX i CYP.
Lipooksygenaza jest enzymem z klasy oksydoreduktaz i katalizuje reakcje utleniania wolnych lub zestryfikowanych polienowych kwasów nienasyconych do wodoronadtlenków. U człowieka opisano trzy aktywne izoenzymy LOX: 5-lipoksygenaza (5-LOX), 12-lipooksygenaza (12-LOX), 15-lipooksygenaza (15-LOX), które metabolizują AA odpowiednio do kwasów 5-, 12- i 15-hydroksyeikozatetraenowych (HETE). Ponadto 15-LOX konwertuje LA do kwasu 13-hydroksyoktadekadienowego (13-HODE), a 12-LOX generuje z LA kwas 9-hydroksyoktadekadienowy (9-HODE) (Rycina 1). Cytochrom P-450 jest enzymem wykazującym aktywność monooksygenazy, czyli katalizuje reakcje, w których jeden atom cząsteczki tlenu jest wprowadzony do substratu, dając pochodną hydroksylową, a drugi do cząsteczki wody. CYP bierze również udział w przemianach kwasów tłuszczowych i eikozanoidów, w naszym przypadku katalizuje powstawanie kwasów HETE z AA. Płyn pęcherzykowy jest stosunkowo łatwy do pozyskania podczas przeprowadzania punkcji jajników do IVF. Jednak dotychczasowe badania mające na celu określenie czynników predykcyjnych kompetencji komórki jajowej skupiały się głównie na badaniu płynu pęcherzykowego uzyskanego ze wszystkich pęcherzyków, co zwykle nie dawało możliwości zidentyfikowania markerów dla pojedynczego oocytu. Dlatego, aby znaleźć związek konkretnych metabolitów z kompetencją komórki jajowej, należy dopasować oocyt do środowiska, w którym faktycznie się rozwijał i dojrzewał. Zdecydowaliśmy się na indywidualne podejście, postępując w schemacie „jeden pęcherzyk – jeden oocyt – jeden zarodek”, badaliśmy płyn pęcherzykowy z pojedynczego pęcherzyka, w którym została zidentyfikowana komórka jajowa. Analizie poddano związek obszernego panelu pochodnych kwasu arachidonowego (Arachidonic Acid Derivatives, AAD) i kwasu linolowego (Linoleic Acid Derivatives, LAD) z kompetencją komórek jajowych poddawanych docytoplazmatycznej iniekcji plemnika (Intracytoplasmic Sperm Injection, ICSI). Jednocześnie zbadano aktywność fosfolipazy wydzielniczej (sPLA2), która jest enzymem odcinającym AA i LA z fosfolipidów błonowych.

MATERIAŁY I METODY
Badanie zostało przeprowadzone w Klinice Medycyny Rozrodu i Ginekologii w Pomorskim Uniwersytecie Medycznym (PUM) i Centrum Ginekologii i Leczenia Niepłodności VitroLive w Szczecinie. Na przeprowadzenie badania otrzymano zgodę Komisji Bioetycznej PUM (zezwolenie numer: KB-0012/90/10). Przed przystąpieniem do badania wszyscy pacjenci podpisali świadome zgody na udział w nim. Kryteria włączenia obejmowały kobiety do 38. roku życia, które zakwalifikowano do leczenia w programie zapłodnienia pozaustrojowego metodą ICSI. Kryteria wykluczenia stanowiły: 1) body mass index (BMI) ?26 kg/m2; 2) stwierdzenie PCOS zgodnie kryteriami z 2003 roku; 3) umiarkowany i ciężki czynnik męski; 4) poprzednie nieskuteczne IVF/ICSI, zdefiniowane jako brak zapłodnień lub <30% zapłodnionych oocytów; 5) słaba odpowiedź jajnika na stymulację, zdefiniowana jako ?3 uzyskanych komórek jajowych w wywiadzie; 6) torbiel jajnika. U wszystkich pacjentek wdrożono standardowy protokół kontrolowanej hiperstymulacji jajników (Controlled Ovarian Hyperstimulation, COH) z agonistą GnRH (triptorelina, Gonapeptyl Daily 0,1mg/1ml, Ferring Pharmaceuticals), z początkową dawką 150IU rekombinowanego ludzkiego FSH (Gonal F; Merck Serono). Dojrzewanie oocytów było wywołane przez podskórne podanie 250 µg ludzkiej gonadotropiny alfa (?-hCG) (Ovitrelle; Merck Serono) w momencie, gdy dominujący pęcherzyk osiągnął wielkość ?18mm.

PROTOKÓŁ POBRANIA PŁYNU PĘCHERZYKOWEGO
Płyn pęcherzykowy był zbierany w trakcie rutynowej punkcji jajników (Oocyte Pick-Up, OPU) 36 godzin po podaniu ?-hCG. Po przepłukaniu igły, by sprawdzić poprawność podłączenia, zasysano powietrze, aby usunąć resztki po przepłukaniu i podłączano nową probówkę. Aby uniknąć zanieczyszczenia krwią lub płynem z innego pęcherzyka, brano pod uwagę tylko płyn z pierwszego pęcherzyka z każdego jajnika. Wykluczano z badania pacjentki, u których w pobranym płynie nie znaleziono komórki jajowej lub stwierdzono dwa lub więcej kompleksy kumulusów komórek ziarnistych (COC). Płyn pęcherzykowy niezwłocznie po pobraniu był odwirowywany z prędkością 10 000 x g przez 10 minut, rozpipetowywany po 200µl do 2ml probówek typu eppendorff, a następnie zamrażany w -80°C.

PROCEDURY LABORATORYJNE
Aby ocenić dojrzałość oocytu, komórki ziarniste z COC zostały usunięte z użyciem hialuronidazy (Hyaluronidase Solution in Medium Flushing, FertiPro). Procedury laboratoryjne, w tym ICSI oraz ocena rozwoju zarodków, zostały szczegółowo opisane w PLoS ONE. Analiza pochodnych kwasów AA i LA została wykonana w Zakładzie Biochemii i Żywienia Człowieka PUM przy użyciu wysokosprawnej chromatografii cieczowej HPLC (High-Performance Liquid Chromatography) z wykorzystaniem detektora z matrycą diodową (DAD) rejestrującego długość fali 235 NM dla 9-HODE, 13-HODE, 5-HETE, 12-HETE i 15-HETE, długość fali 280 NM dla 5oxo-ETE, długość fali 210 NM dla 16-HETE i 302 NM dla Lipoxin A4 i 15-Lipoxin A4. Aktywność sPLA2 zmierzono za pomocą ELISA także w Zakładzie Biochemii i Żywienia Człowieka PUM. Dokładny opis metod znajduje się w publikacji w PLoS ONE.

ANALIZA STATYSTYCZNA
Analizę statystyczną przeprowadzono za pomocą pakietu STATISTICA 10.0 (StatSoft, USA). Do porównania dwóch grup użyto nieparametrycznego testu U Manna-Whitneya. Czułość i specyficzność w predykcji zapłodnienia i dalszego rozwoju zarodka zostały sprawdzone za pomocą krzywych ROC (Receiver Characteristic Operating Curve). Efektywność została porównana poprzez zestawienie pól powierzchni pod krzywą ROC oznaczanych AUC (Area Under Curve). AUC opisuje precyzję detekcji dla danego modelu. Wartości równe 0,5 odpowiadają działaniu zbliżonemu do losowego, a wartość odpowiadająca 1,0 to wskaźnik idealny. Krzywa ROC przechodząca bliżej górnego lewego rogu wykresu obrazuje większą dokładność diagnostyczną. Uzyskane wartości AUC można interpretować w następujący sposób: (0,9-1,0) – wynik bardzo dobry; (0,8-0,9) – dobry; (0,7-0,8) – satysfakcjonujący, (0,6-0,7) – średni i (0,5-0,6) – niedostateczny. Dla wszystkich analiz przyjęto poziom istotności statystycznej p<0,05.

WYNIKI
Ze 181 par zaplanowanych do przeprowadzenia COH/ICSI od lutego do września 2012 roku zakwalifikowano 54 pary, średnia wieku kobiet to 34,36±2,96 lat, średnie BMI 23,5±0,9 kg/m2. W trakcie 54 OPU zebrano 70 próbek FF według schematu „jeden pęcherzyk – jeden oocyt – jeden zarodek” (Rycina 3). Przeciętna średnica nakłutego pęcherzyka miała wielkość 19,84±1,48 mm, a średnia objętość zebranego FF 3,58±1,55 ml. Embriologiczne i kliniczne wyniki w badanej grupie przedstawiono w Tabeli 2. W czasie 16-18 godzin po wykonaniu ICSI w 40 oocytach (57,14%) stwierdzono obecność dwóch przedjądrzy, 18 oocytów (25,17%) nie wykazało cech zapłodnienia, a 12 oocytów (17,14%) uległo degeneracji. Zgodnie z kryteriami Scotta i wsp. 20 zygot (50%) w grupie badanej oceniono jako Z1, 13 zygot (32,5%) jako Z2, a następnych siedem zygot (17,5%) jako Z3. Trzeciego dnia hodowli 18 zarodków klasy A zastało przeniesionych do jamy macicy. Kolejnych 11 zarodków klasy A i cztery klasy B w czasie 64-68 godzin po ICSI osiągnęło stadium blastocysty i zostało poddanych witryfikacji. W grupie badanych oocytów uzyskano osiem ciąż – sześć pojedynczych i dwie bliźniacze. Ciąże pojedyncze zakończyły się po 37. tygodniu ciąży, a obie bliźniacze między 35. a 36. tygodniem ciąży. Warto podkreślić, że wyniki leczenia w badanej grupie (wysoki odsetek degeneracji po ICSI – 17,14%, czy odsetek ciąż wynoszący 47,05%) nie odpowiadają rzeczywistej skuteczności ogólnej, ponieważ tylko niewielka część komórek jajowych i rozwijających się zarodków została uwzględniona w grupie badanej. Stwierdziliśmy istotne różnice w stężeniach metabolitów AA i LA w płynie pęcherzykowym komórek jajowych w odniesieniu do ich stanu po ICSI (Rycina 4). Średnie stężenia pochodnych LA (9-HODE i 13-HODE) były znacznie niższe w FF zapłodnionych komórek jajowych w porównaniu z komórkami jajowymi, u których nie stwierdzono przedjądrzy lub uległy degeneracji po przeprowadzeniu ICSI (0,001 µg/ml vs 0,003 µg/ml, p<0,004 i vs 0,007 µg/ml, p<0,000 dla 9-HODE i 0,002 µg/ml vs 0,035 µg/ml, p<0,001 i vs 0,012 µg/ml p<0,006 dla 13-HODE). Średnie stężenia pochodnych AA: 5-HETE, 5oxo-ETE, 12-HETE i 16-HETE w FF oocytów zapłodnionych były dwa razy niższe niż w niezapłodnionych (odpowiednio: 0,004 µg/ml vs 0,008 µg/ml, p<0,009; 0,052 µg/ml vs 0,107 µg/ml, p<0,001; 0,043 µg/ml vs 0,79 µg/ml, p<0,044; 0,003 µg/ml vs 0,100 µg/ml, p<0,009). Średnia różnica była jeszcze wyższa, gdy stężenia LAD i AAD FF komórek zapłodnionych zostały porównane ze stężeniami LAD i AAD oocytów zdegenerowanych (Rycina 4). Krzywe ROC wskazały największe pole pod krzywą (AUC) dla 5oxo-ETE, 16-HETE, 9-HODE i 12-HETE (odpowiednio: 0,812; 0,766; 0,758 i 0,732) wiążąc się z 65-96% czułością i 54-93% swoistością (Tabela 3). Stężenia LAD, lipoxins, 5oxo-ETE i 16-HETE były znacznie niższe w FF komórkach jajowych, które po przeprowadzeniu ICSI rozwinęły się do zygoty, zostały one ocenione jako optymalne (Z1 i Z2) w porównaniu z warunkami panującymi dla Z3 według Scott i wsp. Dalsza analiza ROC wykonana dla tych pochodnych pokazała, że 5oxo-ETE miał AUC tak wysokie jak 0,816 z 83% czułością i 71% swoistością. Chociaż lipoxin A4 15R miał najwyższy AUC, ujawnił tylko 50% swoistość. Nie stwierdzono różnic istotnych statystycznie między LAD a AAD odnośnie do rozwoju zarodka na trzeci i piąty dzień hodowli oraz uzyskania ciąży. Analiza aktywności fosfolipazy sekrecyjnej sPLA2 w płynie pęcherzykowym wskazała na istotnie wyższą aktywność sPLA2 w FF komórek, które po ICSI uległy degeneracji w porównaniu z tymi, u których nie stwierdzono zapłodnienia lub zostały zapłodnione (odpowiednio: 1,427 vs 1,256 vs 0,886 µmol/min/ml na proteinę, p<0,002 i p<0,003).

DYSKUSJA
Według naszej wiedzy jest to pierwsze prospektywne badanie korelujące losy komórki jajowej z obszernym panelem pochodnych kwasów arachidonowego oraz linolowego w płynie pęcherzykowym, w którym dojrzewał dany oocyt. Udało nam się wykazać związek szeregu pochodnych AA i LA z kompetencją komórki jajowej do uzyskania zapłodnienia, ale już bez istotnego związku z dalszym rozwojem zarodka, uzyskaniem blastocysty czy ciąży. Bez wątpienia wynika to z wpływu plemnika na efekty zapłodnienia. Niemniej jednak wyniki badania są bardzo obiecujące. To może oznaczać, że istnieje potencjalna szansa na znalezienie garnituru markerów wskazujących na to, które komórki należałoby poddawać ICSI. Oczywiście w takich wypadkach należy na wynik spojrzeć bardzo krytycznie. Zatem zacznijmy od samego schematu badania. Projektując to badanie chcieliśmy przeanalizować realny potencjał oocytu do zapłodnienia. Zaczęliśmy od wyeliminowania czynników, które mogą tę zdolność osłabić – wykluczyliśmy kobiety starsze niż 38 lat i pary z umiarkowanym lub ciężkim czynnikiem męskim. Kryterium wieku było ważne, ponieważ stężenie wolnych kwasów tłuszczowych w surowicy wzrasta wraz z wiekiem, a płyn pęcherzykowy stanowi głównie przesącz z osocza. Dodatkowo, aby uniknąć potencjalnego negatywnego wpływu akumulacji tkanki tłuszczowej czy stresu oksydacyjnego, pacjentki z BMI ?26 kg/m2 lub PCOS zostały prospektywnie wykluczone z badania. Dzięki temu uzyskaliśmy stosunkowo homogenną grupę badaną. Następnie zdecydowaliśmy się na ocenę składu płynu pęcherzykowego jedynie z pierwszego pęcherzyka każdego z jajników. Dzięki temu uniknęliśmy ryzyka zanieczyszczenia płynu zawartością innego pęcherzyka. W każdym innym podejściu musielibyśmy za każdym razem wykłuwać się, przepłukiwać igły i ponownie wkłuwać się do jajnika, co narażałoby pacjentkę na dodatkowe ryzyko krwawienia. Byliśmy świadomi, że pojedynczy pęcherzyk nie jest reprezentacyjny dla całego jajnika, jednak uzyskaliśmy wysoką międzypęcherzykową zgodność w zakresie badanych pochodnych i dalszych losów oocytu. Jednym z zastrzeżeń recenzentów była kwalifikacja par, które były poddawane ICSI. Dla nas była to krytyka, co najmniej, nielogiczna. Jak można porównywać ICSI z klasycznym IVF, w którym mamy do czynienia z dwoma diametralnie różnymi filozofiami zapłodnienia? Naszym celem była ocena kompetencji oocytu – zatem na początku musieliśmy wiedzieć, czy komórka w ogóle jest dojrzała. Poza tym, w ogromnej większości wykonuje się jednak ICSI – wobec tego badanie ma tym bardziej wymiar praktyczny. W przypadku klasycznego IVF nie mamy pewności co do dojrzałości komórki jajowej. To plemniki same muszą „obrać” oocyt z komórek ziarnistych, a jeden z nich wnika do komórki w wyniku szeregu skomplikowanych reakcji – tu wkracza zatem dodatkowy czynnik, czyli zdolność konkretnego nasienia do zapłodnienia. Ogromna różnica, która istnieje między IVF a ICSI, w naszej opinii, przekreślała możliwość rzetelnej oceny kompetencji komórki jajowej. Przejdźmy do uzyskanych wyników. W dostępnej literaturze mamy doniesienia opisujące przemiany kwasu AA głównie w szlaku COX, powstawanie prostaglandyn i ich wpływ na owulację. My skupiliśmy się na innych torach – szlakach LOX i CYP. W naszym badaniu wykazaliśmy, że nagromadzenie metabolitów HODE/HETE kwasów AA i LA w istotny sposób pogarsza zdolność komórki jajowej do zapłodnienia, a przy pewnych wartościach doprowadza nawet do degeneracji oocytu po ICSI. Dodatkowo stwierdziliśmy, że aktywność fosfolipazy sPLA2 uwalniającej oba badane kwasy z fosfolipidów jest istotnie wyższa w płynach, z których komórki jajowe nie ulegały zapłodnieniu lub degenerowały. To może sugerować następujący mechanizm – w pęcherzykach, w których w momencie punkcji dochodzi do wzrostu aktywności fosfolipaz i uwalniania kwasów AA i LA, a które wchodzą w przemiany w szlakach LOX/CYP, dochodzi do nagromadzenia HETE/HODE i zaburzenia kompetencji komórki jajowej, mimo że jest ona genetycznie dojrzała. W przypadku, gdy aktywność fosfolipaz jest mniejsza lub też gdy przemiany obu kwasów idą głównie szlakiem COX, a w płynie pęcherzykowym nie akumulują się HETE/HODE, komórka jajowa ma większe szanse na zapłodnienie. Dlaczego tak się dzieje? Do końca nie wiadomo. Zainteresowanych potencjalnymi hipotezami odsyłam do obszernej dyskusji, którą zamieściliśmy w PLoS ONE. Co nas interesuje? To, na ile uzyskane informacje można wykorzystać poza wspomaganym rozrodem. Czy w przypadku pacjentek otyłych lub z PCOS dochodzi do tego typu nasilonych przemian, które w konsekwencji zmniejszają szanse na ciążę? Czy w cyklu naturalnym istnieją mechanizmy, które aktywują szlaki LOX/CYP, a oocyt poddany zwiększonemu stężeniu HETE/HODE nie daje ciąży? Czy w związku z tym nie warto wziąć pod uwagę także metabolicznego, poza genetycznym, wymiaru kompetencji komórki jajowej? Byłoby fascynujące zbadać te aspekty, ale tu dochodzimy do poważnego problemu z zaprojektowaniem takiego badania – kto by się zgodził na poddanie się IVF w cyklu naturalnym? Najlepiej, gdyby to były płodne kobiety. Ale jeśli tak, to trudno byłoby znaleźć wskazania do zapłodnienia takiej komórki jajowej. Przeszkody można by mnożyć. Jako ciekawostkę tylko dodamy, że w jednym z ośrodków w Wielkiej Brytanii zdecydowano się na zakwalifikowanie płodnej wolontariuszki, której miano zbadać skład płynu pęcherzykowego w cyklu naturalnym. W ciągu dwóch lat zgłosiło się siedem pacjentek…



Piśmiennctwo:
1. Glujovsky D, Blake D, Farquhar C, Bardach A. Cleavage stage versus blastocyst stage embryo transfer in assisted reproductive technology. Cochrane Database Syst Rev. 2012;7: CD002118.
2. Nicoli A, Palomba S, Capodanno F, Fini M, Falbo A, La Sala GB. Pronuclear morphology evaluation for fresh in vitro fertilization (IVF) and intracytoplasmic sperm injection (ICSI) cycles: a systematic review. J Ovarian Res. 2013;6: 64.
3. Capalbo A, Rienzi L, Cimadomo D, Maggiulli R, Elliott T, Wright G et al. Correlation between standard blastocyst morphology, euploidy and implantation: an observational study in two centers involving 956 screened blastocysts. Hum Reprod. 2014;29: 1173-1181.
4. Kaser DJ, Racowsky C. Clinical outcomes following selection of human preimplantation embryos with time-lapse monitoring: a systematic review. Hum Reprod Update. 2014;20: 617-631.
5. Ruvolo G, Fattouh RR, Bosco L, Brucculeri AM, Cittadini E. New molecular markers for the evaluation of gamete quality. J Assist Reprod Genet. 2013;30: 207-212.
6. Ola SI, Sun QY. Factors influencing the biochemical markers for predicting mammalian oocyte quality. J Reprod Dev. 2012;58: 385-392.
7. Collins JA, Barnhart KT, Schlegel PN. Do sperm DNA integrity tests predict pregnancy with in vitro fertilization? Fertil Steril. 2008;89: 823-831.
8. Lin MH, Kuo-Kuang Lee R, Li SH, Lu CH, Sun FJ, Hwu YM. Sperm chromatin structure assay parameters are not related to fertilization rates, embryo quality, and pregnancy rates in in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection, but might be related to spontaneous abortion rates. Fertil Steril. 2008;90: 352-359.
9. Rienzi L, Vajta G, Ubaldi F. Predictive value of oocyte morphology in human IVF: a systematic review of the literature. Hum Reprod Update. 2011;17: 34-45.
10. Setti AS, Figueira RC, Braga DP, Colturato SS, Iaconelli A Jr, Borges E Jr. Relationship between oocyte abnormal morphology and intracytoplasmic sperm injection outcomes: a meta-analysis. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2011;159: 364-370.
11. de Almeida Ferreira Braga DP, Setti AS, Figueira RC, Nichi M, Martinhago CD, Iaconelli A Jr et al. Sperm organelle morphologic abnormalities: contributing factors and effects on intracytoplasmic sperm injection cycles outcomes. Urology. 2011;78: 786-791.
12. Revelli A, Delle Piane L, Casano S, Molinari E, Massobrio M, Rinuado P. Follicular fluid content and oocyte quality: from single biochemical markers to metabolomics. Reprod Biol Endocrinol. 2009;7: 40.
13. Baka S, Malamitsi-Puchner A. Novel follicular fluid factors influencing oocyte developmental potential in IVF: a review. Reprod Biomed Online. 2006;12: 500-506.
14. Wathes DC, Abayasekara DR, Aitken RJ. Polyunsaturated fatty acids in male and female reproduction. Biol Reprod. 2007;77: 190-201.
15. Wonnacott KE, Kwong WY, Hughes J, Salter AM, Lea RG, Garnsworthy PC et al. Dietary omega-3 and -6 polyunsaturated fatty acids affect the composition and development of sheep granulosa cells, oocytes and embryos. Reproduction. 2010;139: 57-69.
16. Buczynski MW, Dumlao DS, Dennis EA. Thematic Review Series: Proteomics. An integrated omics analysis of eicosanoid biology. J Lipid Res. 2009;50: 1015-1038.
17. Espey LL. Current status of the hypothesis that mammalian ovulation is comparable to an inflammatory reaction. Biol Reprod. 1994;50: 233-238.
18. Samuelsson B, Dahlen S-E, Lindgren JA, Rouzer CA, Serhan CN. Leukotrienes and lipoxins: structures, biosynthesis, and biological effects. Science. 1987;237: 1171-1176.
19. Roman RJ. P-450 metabolites of arachidonic acid in the control of cardiovascular function. Physiol Rev. 2002;82: 131-185.
20. Newman JW, Stok JE, Vidal JD, Corbin CJ, Huang Q, Hammock BD et al. Cytochrome p450-dependent lipid metabolism in preovulatory follicles. Endocrinology. 2004;145: 5097-5105.
21. Das S, Chattopadhyay R, Ghosh S, Goswami SK, Chakravarty BN, Chaudhury K. Reactive oxygen species level in follicular fluid—embryo quality marker in IVF? Hum Reprod. 2006;21: 2403-2407.
22. Carbone MC, Tatone C, Delle Monache S, Marci R, Caserta D, Colonna R et al. Antioxidant enzymatic defences in human follicular fluid: characterization and age-dependent changes. Mol Hum Reprod. 2003;9: 639-643.
23. Oyawoye O, Gadir AA, Garner A, Constantinovici N, Perrett C, Hardiman P. Antioxidants and reactive oxygen species in follicular fluid of women undergoing IVF: relationship to outcome. Hum Reprod. 2003;18: 2270-2274.
24. Wiener-Megnazi Z, Vardi L, Lissak A, Shnizer S, Zeev Reznick A, Ishai D et al. Oxidative stress indices in follicular fluid as measured by the thermochemiluminescence assay correlate with outcome parameters in in vitro fertilization. Fertil Steril. 2004;82: 1171-1176.
25. Scott L, Alvero R, Leondires M, Miller B. The morphology of human pronuclear embryos is positively related to blastocyst development and implantation. Hum Reprod. 2000;15: 2394-2403.
26. Baczkowski T, Kurzawa R, Glabowski W. Methods of embryo scoring in in vitro fertilization. Reprod Biol. 2004;4: 5-22.
27. Gardner DK, Lane M, Stevens J, Schlenker T, Schoolcraft WB. Blastocyst score affects implantation and pregnancy outcome: towards a single blastocyst transfer. Fertil Steril. 2000;73: 1155-1158.
28. Raszeja-Wyszomirska J, Safranow K, Milkiewicz M, Milkiewicz P, Szynkowska A, Stachowska E. Lipidic last breath of life in patients with alcoholic liver disease. Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2012;99: 51-56.
29. Stachowska E, Dziedziejko V, Safranow K, Jakubowska K, Olszewska M, Machalinski B et al. Effect of conjugated linoleic acids on the activity and mRNA expression of 5- and 15-lipoxygenases in human macrophages. J Agric Food Chem. 2007;55: 5335-5342.
30. Jenko-Pražnikar Z, Petan T, Pungerčar J. Ammodytoxins efficiently release arachidonic acid and induce apoptosis in a motoneuronal cell line in an enzymatic activity-dependent manner. Neurotoxicology. 2013;35: 91-100.
31. Chen S, Yao L, Cunningham TJ. Secreted phospholipase A2 involvement in neurodegeneration: differential testing of prosurvival and anti-inflammatory effects of enzyme inhibition. PLoS One. 2012;6: e39257.
32. Choi YA, Kim DK, Bang OS, Kang SS, Jin EJ. Secretory phospholipase A2 promotes MMP-9-mediated cell death by degrading type I collagen via the ERK pathway at an early stage of chondrogenesis. Biol Cell. 2009;102: 107-119.
33. Yu JA, Kalatardi S, Dohse J, Sadaria MR, Meng X, Fullerton DA et al. Group IIa sPLA2 inhibition attenuates NF-?B activity and promotes apoptosis of lung cancer cells. Anticancer Res. 2012;32: 3601-3607.
34. Villa-Diaz LG, Miyano T. Activation of p38 MAPK during porcine oocyte maturation. Biol Reprod. 2004;71: 691-696.
35. Li M, Liang CG, Xiong B, Xu BZ, Lin SL, Hou Y et al. PI3-kinase and mitogen-activated protein kinase in cumulus cells mediate EGF-induced meiotic resumption of porcine oocyte. Domest Anim Endocrinol. 2008;34: 360-371.
36. Smith MP, Flannery GR, Randle BJ, Jenkins JM, Holmes CH. Leukocyte origin and profile in follicular aspirates at oocyte retrieval. Hum Reprod. 2005;20: 3526-3531.
37. Kawano Y, Kawasaki F, Nakamura S, Matsui N, Narahara H, Miyakawa I. The production and clinical evaluation of macrophage colony-stimulating factor and macrophage chemoattractant protein-1 in human follicular fluids. Am J Reprod Immunol. 2001;45: 1-5.
38. Roitt I, Brostoff J and Male D. Immunology. London: Mosby; 1998.
39. Fujimoto VY, Bloom MS, Huddleston HG, Shelley WB, Ocque AJ, Browne RW. Correlations of follicular fluid oxidative stress biomarkers and enzyme activities with embryo morphology parameters during in vitro fertilization. Fertil Steril. 2011;96: 1357-1361.
40. Yoshida Y, Umeno A, Shichiri M. Lipid peroxidation biomarkers for evaluating oxidative stress and assessing antioxidant capacity in vivo. J Clin Biochem Nutr. 2013;52: 9-16.
41. Tarín JJ, Vendrell FJ, Ten J, Blanes R, Van Blerkom J, Cano A. The oxidizing agent tertiary butyl hydroperoxide induces disturbances in spindle organization, c-meiosis, and aneuploidy in mouse oocytes. Mol Hum Reprod. 1996;2: 895-901.
42. Tarín JJ, Vendrell FJ, Ten J, Cano A. Antioxidant therapy counteracts the disturbing effects of diamide and maternal ageing on meiotic division and chromosomal segregation in mouse oocytes. Mol Hum Reprod. 1998;4: 281-288.
43. Zhang X, Wu XQ, Lu S, Guo YL, Ma X. Deficit of mitochondria-derived ATP during oxidative stress impairs mouse MII oocyte spindles. Cell Res. 2006;16: 841-850.
44. Zuelke KA, Jones DP, Perreault SD. Glutathione oxidation is associated with altered microtubule function and disrupted fertilization in mature hamster oocytes. Biol Reprod. 1997;57: 1413-1419.
45. Jozwik M, Wolczynski S, Jozwik M, Szamatowicz M. Oxidative stress markers in preovulatory follicular fluid in humans. Mol Hum Reprod. 1999;5: 409-413.
46. Sabatini L, Wilson C, Lower A, Al-Shawaf T, Grudzinskas JG. Superoxide dismutase activity in human follicular fluid after controlled ovarian hyperstimulation in women undergoing in vitro fertilization. Fertil Steril. 1999;72: 1027-1034.
47. Pasqualotto EB, Agarwal A, Sharma RK, Izzo VM, Pinotti JA, Joshi NJ et al. Effect of oxidative stress in follicular fluid on the outcome of assisted reproductive procedures. Fertil Steril. 2004;81: 973-976.
48. Pasqualotto EB, Lara LV, Salvador M, Sobreiro BP, Borges E, Pasqualotto FF. The role of enzymatic antioxidants detected in the follicular fluid and semen of infertile couples undergoing assisted reproduction. Hum Fertil (Camb). 2009;12: 166-171
49. Ebisch IMW, Peters WHM, Thomas CMG, Wetzels AMM, Peer PGM, Steegers-Theunissen RP. Homocysteine, glutathione and related thiols affect fertility parameters in the (sub)fertile couple. Hum Reprod. 2006;21: 1725-1733.
50. Attaran M, Pasqualotto E, Falcone T, Goldberg JM, Miller KF, Agrawal A et al. The effect of follicular fluid reactive oxygen species on the outcome of in vitro fertilization. Int J Fertil Womens Med. 2000;45: 314-320.
51. Paszkowski T, Traub AI, Robinson SY, McMaster D. Selenium dependent glutathione peroxidase activity in human follicular fluid. Clin Chim Acta. 1995;236: 173-180.
52. Einstein FH, Huffman DM, Fishman S, Jerschow E, Heo HJ, Atzmon G et al. Aging per se increases the susceptibility to free fatty acid-induced insulin resistance. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 2010;65: 800-808.
53. Rosen M, Shen S, Dobson AT, Fujimoto VY, McCulloch CE, Cedars MI. Oocyte degeneration after intracytoplasmic sperm injection: a multivariate analysis to assess its importance as a laboratory or clinical marker. Fertil Steril. 2006;85: 1736-1743.



Warning: include(footer.php): failed to open stream: No such file or directory in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/9/1.php on line 164

Warning: include(footer.php): failed to open stream: No such file or directory in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/9/1.php on line 164

Warning: include(): Failed opening 'footer.php' for inclusion (include_path='.:/usr/local/php/5.6/5.6.29-dh1/lib/php') in /home/klient.dhosting.pl/pmpcg/artnewsletter.pl/public_html/artykuly/9/1.php on line 164